使用抗體常見問題解答

1、如何選擇合適的一抗？

請先確定您要檢測的種屬和使用的實(shí)驗(yàn)方法，然后查找相關(guān)產(chǎn)品，根據(jù)說明書上描述的“適用種屬和實(shí)驗(yàn)方法”來確定合適的抗體。如果說明書中有明確您要檢測的種屬和實(shí)驗(yàn)方法均經(jīng)過檢測，則您可以放心地購買該產(chǎn)品。
2、如何選擇合適的二抗?

二抗的選擇原則：

• 針對一抗來源的二抗（比如一抗是小鼠來源的，二抗就要是抗小鼠的）
• 針對一抗Ig亞型的（比如一抗是IgM，二抗就要是抗IgM的抗體）
• 為了增加特異性、降低背景：可以選擇Fab段的抗體（去除Fc段的）、經(jīng)過標(biāo)本來源種屬血清吸附的的二抗
• 查看二抗的說明書，選擇經(jīng)過驗(yàn)證可以用于相應(yīng)實(shí)驗(yàn)方法的二抗

3、 如何選擇同型對照？

同型對照的主要目的是確定一抗的結(jié)合是特異性的，而不是非特異性的Fc受體或與其他蛋白的相互作用。同型對照要與一抗的來源、Ig分型和標(biāo)記*一致。例如：一抗是FITC標(biāo)記，其抗體分型是小鼠的IgG1，則同型對照要選擇是FITC標(biāo)記的小鼠的IgG1。

多抗的同型對照：

絕大部分的同型對照產(chǎn)品都是單克隆抗體，因此不適用于作為多克隆抗體的對照（因?yàn)槎嗫购卸喾NIgG的亞型）。
4、如何選擇陽性對照?

陽性對照的使用是一個(gè)實(shí)驗(yàn)中確定抗體及檢測系統(tǒng)是否正常工作的依據(jù)，也是確定待測標(biāo)本中是否存在待測蛋白的一個(gè)依據(jù)！尤其是檢測的標(biāo)本是不確定是否有待測蛋白表達(dá)時(shí)。因此當(dāng)實(shí)驗(yàn)沒有陽性結(jié)果出現(xiàn)時(shí)，的選擇是實(shí)驗(yàn)合適的陽性對照。

說明書上都有推薦的陽性對照。但是如果說明書上沒有推薦時(shí)，請參考以下條款：

• 看看說明書中是否有Abreviews。任何被其他客戶成功檢測的組織、細(xì)胞或者裂解物均可以作為合適的陽性對照！
• 根據(jù)說明書上的Swiss-Prot 或 Omnigene 數(shù)據(jù)庫來查找。這些數(shù)據(jù)庫經(jīng)常會列出該蛋白表達(dá)的組織，這也可以作為合適的陽性對照！
• 查查該蛋白的GeneCards 吧，這里通常會有蛋白在不同組織的表達(dá)水平。
• 如果上述方法還是不能找到合適的陽性對照，推薦您去PubMed 查查發(fā)表文章，看看有無文章報(bào)道該蛋白表達(dá)的細(xì)胞和組織

5、如何確定一抗的稀釋比例?

如果說明書中有推薦的稀釋比例，請按照該稀釋比例進(jìn)行實(shí)驗(yàn)。但是由于標(biāo)本類型、實(shí)驗(yàn)條件、操作環(huán)境等各種因素的影響，推薦濃度僅作為參考。實(shí)驗(yàn)者需要在推薦濃度周圍進(jìn)行多個(gè)濃度梯度的實(shí)驗(yàn)，從中發(fā)現(xiàn)*的稀釋比例。

如果說明書沒有推薦稀釋比例，僅注明“Use at an assay dependent dilution”，就需要做大量的預(yù)實(shí)驗(yàn)來摸索*的比例了。下表列出的純化抗體抗體用于不同實(shí)驗(yàn)方法時(shí)常用的工作濃度，可以作為預(yù)實(shí)驗(yàn)的參考。未純化的抗體一般在說明書中不會標(biāo)明抗體的濃度，因?yàn)榇蟛糠秩寡?、培養(yǎng)上清或腹水形式的產(chǎn)品濃度都是沒有經(jīng)過測定的。如果未純化抗體產(chǎn)品的說明書中沒有標(biāo)明其中特異性抗體的濃度，實(shí)驗(yàn)者可以參考下表中“估計(jì)濃度”確定各種實(shí)驗(yàn)稀釋比例。

請記住，下表中的各種稀釋比例和工作濃度僅僅是作為一個(gè)起始點(diǎn)，需要根據(jù)試驗(yàn)結(jié)果來進(jìn)行適當(dāng)?shù)恼{(diào)整。以此起點(diǎn)作一系列的濃度，從中確定*的工作濃度和稀釋比例！

6、如何確定適用于某種特定抗體的抗原修復(fù)方法？

有些抗體對抗原修復(fù)方式有特別要求的，一般在其說明書中都會有明確的標(biāo)注和推薦。但是很多抗體并沒有一個(gè)特別的推薦，就需要實(shí)驗(yàn)者自己來進(jìn)行優(yōu)化和摸索了。
7、為何實(shí)際檢測到的WB條帶與預(yù)期的有所區(qū)別？

WB是根據(jù)蛋白質(zhì)的大小來分離蛋白的，通常小分子量蛋白在凝膠中的遷移速度要快。但是遷移率也是受到其他因素影響的，這就造成了實(shí)際檢測到的條帶與預(yù)期條帶的不一致。主要有以下幾種常見因素：

• 翻譯后修飾－比如磷酸化、糖基化等，這些修飾會增加蛋白質(zhì)的分子量
• 翻譯后剪切－ 比如很多蛋白是以前體蛋白的形式合成的，在執(zhí)行功能時(shí)需要進(jìn)行剪切成活化的形式，如pro-caspases
• 不同剪切體 – 有些來源于同一基因的蛋白有不同的剪切方式，每個(gè)剪切方式得到的蛋白大小都是不同的
• 相對電荷（Relative charge） – 氨基酸的組成（charged vs non-charged）
• 多聚體－如二聚體或三聚體。這些多聚體的形式通常會抵制WB時(shí)所做的還原條件，因此造成檢測的條帶偏大。